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ISSN : 1598-5504(Print)
ISSN : 2383-8272(Online)
Journal of Agriculture & Life Science Vol.52 No.3 pp.13-25
DOI : https://doi.org/10.14397/jals.2018.52.3.13

Effect of Preharvest Multi-spray of Low Concentration Calcium-chitosan on the Internal Qualities of ‘Halla gold’ Kiwifruit during Storage

Jin Gook Kim1, Xiujing Fan2, Jeong Ho Min2, Tae Min Bae2, Sung Joo Kim2, Yi Long Pia3, Yong Soo Hwang2*
1Dept. of Horticulture, College of Agriculture and Life Sciences(Institute of Agriculture and Life Science) Gyeongsang National University, Jinju, 52828, Korea
2Department of Horticultural Science, College of Agriculture and Life Science, Chungnam National University, Daejeon, 34134, Korea
3Agricultural College of Yanbian University, Yanji, Jilin, 133000, China
Corresponding author: Yong Soo Hwang Tel: +82-42-821-5738 Fax: +82-42-821-1382yshwang@cnu.ac.kr
August 29, 2017 January 4, 2018 January 17, 2018

Abstract


Influence of preharvest spray of chitosan and CaCl2(100 mg·L-1 each) on the physiological changes associated with fruit ripening in ‘Halla gold’ gold kiwifruit was investigated. Chitosan spray increased fruit firmness at harvest and firmness remained at higher level up to 60 days of storage. Even the amount of ethanol insoluble solids was not significantly different between treatments, starch content of fruit maintained at higher level in chitosan treatment. The soluble solids of fruit were lower in chitosan treated fruit at harvest but no difference was found after 1-month storage. Major soluble sugars were glucose and fructose, and they were increasing trend during storage. The increase of soluble sugars well agreed with the decrease of starch content. Thus, chitosan did not alter the carbohydrate accumulation in fruit even the increase of soluble sugars was delayed due to ripening delay. The content of water soluble pectic polymers was lower, and chelator soluble polymers and sodium-carbonate soluble polymers were higher in chitosan treatment in general. Elution profile of water soluble pectic polymers revealed an enhancement of high molecular weight fractions in chitosan treatment. Little difference, however, was found after 60 days of storage. Two wall hydrolase activities like α-L-arabinofuransidase and pectate lyase were consistently reduced by chitosan treatment. Others including α-mannosidase, polygalacturonase, xylanase, and β-galactosidase seemed not to be affected by chitosan treatment. A significant increase of ethanol insoluble solid bound calcium by chitosan treatment indicated in the increase of wall bound calcium. In conclusion, preharvest chitosan treatment increased fruit firmness resulting in the increase of storage potential without altering fruit quality.



수확 전 저농도 칼슘-키토산 반복처리가‘한라골드’ 키위프루트 과실의 저장 중 내적 품질에 미치는 영향

김 진국1, 범 수정2, 민 정호2, 배 태민2, 김 성주2, 박 일룡3, 황 용수2*
1경상대학교 원예학과(농업생명과학연구원)
2충남대학교 농업생명과학대학 원예학과
3중국 연변대학 농학원

초록


본 연구는 수확 전 키토산(100mg·L-1 동량의 염화칼슘 포함) 처리가 황육계 키위프루트 ‘한라골드’ 의 저장 중 품질과 연화에 미치는 영향을 살펴보고자 수행하였다. 키토산 처리 과실은 저장 60일까지 무처리 과실보다 경도가 높게 유지되었고, 전분도 높았지만 에탄올 불용성물질의 차이는 없었다. 수 확기의 가용성고형물 함량은 칼슘-키토산 처리에서 낮았으나, 저장 중 전분의 감소와 더불어 지속적 으로 증가하여 저장 1개월 후에는 처리간 차이를 보이지 않았고, 유리당(포도당, 과당, 자당) 함량도 유사한 경향이었다. 따라서 수확 전 칼슘-키토산 처리는 과실의 성숙을 지연시켰으나, 후숙 과정에서 는 당 축적을 저해하지 않았다. 수확 시의 칼슘-키토산 처리 과실의 수용성 펙틴은 무처리보다 낮았 지만 고분자 분획이 더 많았고 반면에 킬레이트 및 알칼리 용해성 펙틴은 대조구보다 높았다. 저장기 간 중 α-L-arabinofuransidase와 pectate lyase의 활성이 칼슘-키토산 처리 과실에서 지속적으로 낮 게 유지되었으며 α-mannosidase, polygalacturonase, xylanase, β-galactosidase는 칼슘-키토산 처 리의 영향을 크게 받지 않았다. 또한 칼슘-키토산 처리는 세포벽 결합 칼슘을 증가시켜주었다. 결론적 으로 수확 전 칼슘-키토산 처리는 과실의 성숙 과정을 지연시키지만 경도를 높여주었고, 후숙(ripening) 이후에는 당도를 비롯한 내적 품질에 영향을 주지 않았다.



    Rural Development Administration
    PJ00932605 Chungnam National University

    서론

    황육계 키위프루트(Actinidia chinensis Planch.) 는 덩굴성 낙엽과수로 국내에서는 뉴질랜드 육성종 이 도입되어 재배되어 왔으나 근래에는 국내에서 육 성한 품종이 보급되면서 재배면적도 증가하고 있다. 그러나 골드키위는 맛과 향이 우수하지만 그린키위 에 비하여 저장성이 일반적으로 낮다.

    과실의 저장성에 영향을 주는 중요한 요인의 하 나는 과육의 연화 속도인데 이는 수확기의 과실 성 숙 상태, 저장환경 등의 영향을 받는다(Hertog et al., 2004). 특히 수확할 때의 과실 성숙 상태는 저 장성에 큰 영향을 주지만 가용성 고형물 수준으로 수확기를 결정하는 그린키위와 달리 골드키위에서 는 단순한 수확기 결정 지표가 발굴되어 있지 않아 (Burdon et al., 2014) 적정 수확기 결정에 어려움 이 있다.

    키위는 climacteric형 과실로 분류되지만 저온저 장 중에는 뚜렷한 에틸렌 증가 없이 서서히 연화된 다(Antunes & Sfakiotakis, 2002). ACC oxidase 유전자 활성을 제거한 변종 키위의 경우, 자가 에틸 렌 합성은 검출 한계 이하로 낮지만 외생 에틸렌을 처리하면 대조 품종과 같이 조직이 빠르게 연화되며 에틸렌 처리는 polygalacturonase(PG) 및 pectate lyase(PL) 유전자를 활성화시키지만 가식 수준의 경도를 더 오랫동안 유지시킨다(Atkinson et al., 2011). 따라서 키위에서 에틸렌의 역할은 다른 climacteric형 과실과 차이가 있는 것으로 판단된다.

    성숙과정에서 골드키위 과실의 품질 지표를 조사 한 연구(Burdon et al., 2014)에서 가용성 고형물 축적, 과육색 변화 및 연화는 성숙 초기에는 이들 변화 속도가 느리지만 이후 급속히 빨라지고 다시 느려지는 sigmoid 패턴을 보인다고 하였다. 저자들 은 저장 중 과실 연화도 성숙 지표 변화와 같은 양 상을 보인다고 하였다. 그러나 골드키위에서는 과실 의 연화와 관련된 세포벽 변화 및 가수분해 효소에 대한 연구는 제한적이다.

    갑각류에서 유래한 키틴을 탈아세틸 처리하여 얻은 키토산은 항균 특성을 지녀 산업적으로 널 리 이용되며(Shahidi et al., 1999) 키틴과 달리 약산에 쉽게 용해된다(Rege & Block, 1999). 키 토산은 고분자화합물로 식물체 표면에서 항균 피 막을 형성하여 다양한 작물의 저장성 증진에 기 여한다(Devlieghere et al., 2004;Ahn et al., 2014). 키토산 수확 전 처리는 과실 성숙을 지연 시키므로(Bhaskara-Reddy et al., 2000) 수확 후 처리 방안도 검토하였다(Chauhan et al., 2014). 한편 처리한 키토산이 식물체 표면에 항균 피막을 고르게 형성하지 못할 경우 효과가 감소 할 가능성이 있다.

    칼슘은 세포벽 견고성을 높여 연화를 억제하는 중요한 요인이지만 성숙한 과실로의 이행은 제한적 이다. 키토산에 칼슘을 혼용할 경우 키토산에 의한 피막 형성은 물론 표피로의 칼슘 전이로 과피의 건 전성을 높여줄 가능성을 검토할 필요가 있다. 특히 키위와 같이 표피에 모용이 잘 발달된 작물에서는 키토산이 피막을 용이하게 형성하므로 부패 억제는 물론 칼슘의 이행을 촉진하므로 저장성을 증대시킬 가능성이 있다. 따라서, 본 연구는 칼슘 혼용 키토 산의 수확 전 살포가 골드키위 과실의 저장성에 미 치는 영향과 저장 중 생리적 변화에 미치는 영향을 검토하고자 수행하였다.

    재료 및 방법

    1 식물재료

    ‘한라골드’ 과실은 제주시 소재의 농가에서 수확 당일 실험실로 수송한 다음 1일 후 외관을 조사하여 건전한 과실을 선별하여 이용하였다.

    2 칼슘-키토산 제조 및 처리

    키토산은 0.2M 초산에 용해시켜 2% 키토산(Sigma, USA)을 만들고 2% CaCl2을 제조하여 각각 동량으로 혼합하여 각 성분이 1%가 되도록 살포용 칼슘-키토 산액을 준비하였다. 살포할 때에는 준비된 칼슘-키 토산 용액을 100배로 희석하여(키토산과 염화칼슘 농도: 각각 100mg·L-1) 수확 전 10일 간격으로 3회 에 살포하였다. 처리 용액의 계면활성제는 Tween-80 0.02%(Sigma, USA)를 사용하였다.

    3 과실 저장 및 분석

    저장 온도는 0~1℃, 습도는 약 95%로 유지하였 으며 저장기간은 3개월, 조사는 수확 직후 및 저장 1개월 단위로 실시하였다. 과육색은 색도차계(CR- 400, Minolta, Japan)로 과실 중앙의 절단면을 측 정하였고 경도는 texture analyzer(TMS-Pro, FMC, USA)로 조사하여 Newton으로 표기하였다. 가용성 고형물은 과즙을 굴절당도계(ATAGO, Japan), 산함 량은 0.1N NaOH으로 적정하여 구연산으로 환산하 여 표기하였다. 기타 분석용 시료는 분석할 때까지 –60℃에 보관하였다.

    알코올 불용성 고형물(ethanol insoluble solids, EIS)은 냉동 과육 10g에 에탄올 가하여 마쇄한 다음 최종 농도를 80%로 조절하고 마쇄물은 수조에서 끓 여주고(20분) 상온으로 식힌 다음 miracloth(Calbio Chem, Lajolla, CA, USA)를 이용하여 80% 에탄올 200mL, 95% 에탄올 50mL, 무수 아세톤 50mL으로 순차적으로 씻어 잔사를 모아 휘발성 성분이 제거된 후 40℃에서 건조시켜 EIS로 삼았다.

    펙틴 추출은 EIS 20mg에 25mL의 탈이온수를 가 하여 12시간 동안 상온에서 교반한 다음 원심 분리 (15,000rmp, 10분, 20℃)하여 상징액을 모아 수용 성 펙틴(water soluble pectin, WSP)으로 간주하였 다. 잔사에 50mM EDTA(50mM Na-acetate buffer, pH 6.5) 25mL을 가하여 순차적으로 12시간 동안 전술한 바와 같이 추출하여 원심분리하고 상징액을 EDTA 용해성 펙틴(chelator soluble pectin, CSP) 으로 간주하였다. 연속하여 잔사에 50mM Na2CO3 (20mM NaBH4) 25mL를 넣어 추출한 상징액은 Na2CO3 용해성 펙틴(sodium carbonate soluble pectin, SSP)으로 간주하였다. 펙틴 분석은 Blumenkrantz & Asboe-Hansen(1973)의 방법을 이용하여 520nm에서 흡광도를 조사하였고, 표준당으로 무수 galacturonic acid(Sigma, USA)를 이용하였다.

    전술한 WSP, CSP 및 SSP는 각각 1mg·mL-1의 농도로 감압 농축한 다음 Sepharose CL-6B-100 (Sigma Aldrich, USA)를 충진한 column(길이 30cm, 내경 1.4cm)에 펙틴 약 1mg을 가하여 중력압(36mL· hr-1)으로 1.5mL씩 분획하여 각 분획의 펙틴과 총당 함량을 각각 분석하였다. 펙틴은 전술한 방법으로, 총당은 phenol-sulfuric acid 방법으로 반응시킨 다 음 490nm에서의 흡광도를 조사하였다.

    칼슘 분석을 위하여 EIS 10mg을 600℃에서 6시간 동안 회화시켰다(Dongyang Science CO., Korea). 회분에 0.5N HCl 10mL를 가하여 용해시킨 다음 원 자흡광분석계(AA-7000, Shimadzu. Japan)를 이용 하여 칼슘을 측정하고 이를 세포벽 결합 칼슘으로 간주하였다. 또한 냉동 과육 5g을 건조시킨 다음 600℃에서 12시간 동안 회화시켜 칼슘을 분석하고 이를 총 칼슘으로 간주하였다.

    전분은 냉동과육 2.5g에 dimethyl sulfoxide (DMSO) 15mL를 가하여 마쇄하고 12시간 교반하여 추출하고 원심분리(5,000rpm, 10분)하여 얻은 상징 액을 모아 분석대상으로 삼았다(상온, 2회 반복). 상 징액 중 5mL를 취하여 95% 에탄올 15mL을 가하여 전분을 침전시키고 원심분리(15,000rpm, 20분, 20℃) 하여 잔사를 얻었고(2회 반복) 잔사를 0.1N NaOH 10mL을 가하여 용해시킨 다음 분석시료로 삼았다. 전분 반응은 시료에 5mM I2 2mL(50mM KI 포함) 를 가하여 반응시킨 다음 700nm에서 흡광도를 측 정하였다. 표준 전분으로 무수 전분(Sigma, USA)을 이용하였다.

    α-L-arabinofuranosidase 추출은 4g의 냉동과육 에 0.1M citrate buffer(pH 6.0, 0.1M NaCl 포함) 10mL을 가하여 마쇄한 후 원심분리(15,000rpm, 15분, 2℃)하여 상징액을 조효소액으로 삼았다. 효 소 반응은 10mM citrate buffer(pH 6.0) 1mL(4mM p-nitrophenyl α-L-arabinofuranose 포함), 0.5mL 탈이온수, 1mL 조효소액을 혼합하여 반응시키고 Gomes & Steiner(1998)의 방법을 따라 405nm에서 흡광도를 측정하였다. α-Mannosidase 추출은 전술 한 방법을 따랐고, 반응액은 0.4mM p-nitrophenyl α-D-mannoside를 포함한 10mM PBS buffer(pH 6.0) 1mL, 0.5mL 탈이온수, 1mL 조효소를 넣어 반응시키 고 전술한 방법으로 측정하였다. β-galactosidase 추 출은 냉동과육 4g에 pH 5.0의 10mL의 0.1M sodium acetate buffer(0.1M NaCl, 1% 2-mercaptoethanol과 1.5% PVPP 포함)를 가하여 마쇄한 뒤 원심분리 (15,000rpm, 15분, 2℃)하여 조효소를 준비하였다 (Andrews & Li, 1994). 효소반응은 0.04M sodium acetate buffer(pH 5.0) 2.5mL, 조효소 1mL을 혼 합하여 반응시킨 다음 전술한 바와 같이 흡광도를 측정하였다. Xylanase 활성은 4g의 냉동과육에 0.1M Mcilvaine buffer(pH 5.5)를 10mL를 가하여 마쇄하고 원심분리하여 상징액을 얻었고(Lowe et al., 1987) 효소 반응은 2%의 xylan이 포함된 0.1M sodium acetate buffer(pH 4.8) 1.8mL, 조효소액 0.2mL를 가하여 반응시킨 다음(50℃, 30분), 반응액 0.5mL 를 취하여 2.5mL 0.1M Borate buffer(pH 9.0)를 혼합하여 반응을 정지시키고 다시 0.5mL 1% 2- cyanoacetamide를 넣고 끓는 수조에서 반응시키고 276nm에서 흡광도를 측정하였다(Honda et al., 1982). Polygalacturonase 분석은 냉동 과육 4g에 0.1M NaCl 을 포함한 0.1M sodium acetate buffer(pH 4.5)을 가하여 마쇄한 뒤 원심분리하여 조효소를 마련하였다 (Zheng & Shetty, 2000). 반응은 1% polygalacturonic acid 1mL, 0.1M sodium acetate buffer(pH 4.5, 0.05M NaCl 포함) 1mL, 0.5mL 조효소를 넣어 반응시킨 뒤(40℃, 30분) 반응액 0.5mL를 취하여 xylanase와 동일하게 측정하였다. 효소 활성은 μg galacturonic acid·min-1·mg-1 protein으로 표시하였다. Pectate lyase는 냉동 과육 5g을 0.02M cystein과 1% Triton X-100을 포함한 0.02M Na-phosphate Buffer(pH 7.0)를 가하여 마쇄한 후 원심분리(15,000rpm, 15분, 2℃)하여 얻은 상징액을 조효소로 삼았다(Collmer et al., 1988). 반응은 0.36%(w/v) polygalacturonic acid를 함유한 0.05M Tris-HCl Buffer(pH 8.5) 1mL, 0.6mL CaCl2, 0.4mL 탈이온수, 1mL의 조효 소액을 넣고 232nm에서 흡광도를 측정하고 37℃에 서 30분간 반응시킨 후 다시 동일 파장에서 흡광도 를 측정하여 그 차이를 구하였다. 효소 활성은 흡광 도 변화(Δabsorbance·min-1·mg-1 protien)로 표 시하였다. 단백질 함량은 BCA 방법을 이용하여 측 정하였다(Smith et al., 1985). 모든 효소 추출은 2℃ 이하의 환경에서 진행하였다.

    4 통계분석

    통계 분석은 SPSS Software package ver. 21.0 (SPSS Inc., Chicago, IL, USA) 프로그램을 이용하 였고 T-검정 및 ANOVA 분석을 수행하였다.

    결과 및 고찰

    수확 전 칼슘-키토산 살포는 과실 경도를 높여 수확 직후 경도는 대조구 22.0N에 비하여 유의하게 높은 24.7N이었다(Table 1). 과심도 이와 유사하게 처리구에서 높았으나 과육보다 처리간 차이가 컸다. 과육과 과심 간의 경도 편차는 처리에 관계없이 16N 정도이었다. 저장 30일 후 과육 경도는 대조구 는 35%, 칼슘-키토산 처리구는 34% 각각 감소하여 연화 속도는 처리간 차이가 뚜렷하지 않았다. 이러 한 경향은 저장 60일까지 관찰되었으나 90일에는 처리 간 차이를 보이지 않았다. 경도의 감소 경향은 과육과 과심 모두 유사하였다.

    세포벽 성분을 함유한 에탄올 불용성 물질을 비교 하였을 때 수확기부터 저장 90일까지 칼슘-키토산 처리구에서 지속적으로 높았지만 유의차는 인정되지 않았다(Table 1).

    과실의 연화는 저장성을 결정하는 중요한 요인인 데 수확 전 칼슘-키토산 3회 처리가 수확기의 과실 경도를 높여주었고, 저장 60일까지는 처리구의 과실 경도가 부위에 관계없이 칼슘-키토산 처리구에서 높았고 저장기간 중 과육의 연화 속도도 낮았다. 즉, 대조구의 저장 60일 후 경도 감소율은 저장 당 일에 비하여 58.6% 수준으로 9.14N이었는데 처리구 의 경도는 12.24N으로 50.2%이었다. 과심의 경도 변화도 유사하였다. 비록 본 연구에서 사용한 칼슘- 키토산에는 소량의 칼슘이 포함하였지만 경도 증진 은 칼슘의 직접적인 영향보다는 과실 내 축적된 CO2 영향 때문으로 추정된다. 딸기에서 단시간 고농 도의 CO2에 노출시킬 경우(Wang et al., 2014) 혹 은 플라스틱 필름 포장할 경우 포장용기 내부에 축 적된 CO2가 과실 경도를 증진시킨다고 하였는데 (Vicent et al., 2003) 키토산 살포가 레드키위와 복숭아에서 과실 내부 CO2 농도를 약 40%정도 증 가시킨 것으로 조사된 바 있다. 한편, 수확 전 키 토산 살포는 저장 중 무게 감량을 억제시켰는데 (Lee et al., 2014) 이러한 결과도 키토산 피막 때 문인 것으로 판단된다.

    가용성 고형물 함량은 수확 시는 대조구에서 유의 하게 높았지만 저장중에는 처리간 차이는 없었고 산 함량은 네 번의 조사 시기 모두 처리간 차이가 인정 되지 않았다(Table 2). 과색은 일정한 경향을 보이 지 않았는데 수확 시에는 L*, a*, H°모두 칼슘- 키토산 처리 과실에서 높았다.

    과육의 당 조성은 과당(fructose)과 포도당(glucose) 이 거의 같은 수준이었고 자당(sucrose)은 이들보다 다소 낮았다(Table 3). 처리 간에는 수확 시의 용해 성 당함량 모두 칼슘-키토산 처리에서 유의하게 낮 았고 따라서 총당 함량도 약 30% 적었다. 두 환원 당 모두 저장기간이 경과할수록 증가하였는데 대조 구에서는 자당의 변화가 관찰되지 않은 반면 칼슘- 키토산 처리에서는 저장기간이 길어질수록 점증하여 저장 60일에는 처리간 차이가 현저히 줄었고 90일 후에는 오히려 칼슘-키토산 처리구는 18.1mg·g-1 FW으로 대조구 17.1mg·g-1 FW보다 다소 높았다. 반면에 전분 함량은 모든 조사시기에서 칼슘-키토 산 처리구에서 유의하게 높았다(Fig. 1).

    세포벽 성분을 포함하는 EIS를 처리 간 비교하였 을 때 칼슘-키토산 처리구에서 통계적 유의차는 없 지만 EIS 함량이 지속적으로 높았고(Table 1) 전분 함량 또한 유의하게 높았으며(Fig. 1) 반면에 가용 성 고형물 함량(Table 2)과 용해성 당함량은 낮아 (Table 3) 키토산 처리가 조직의 전분 분해는 늦추 는 것은 물론 성숙을 지연시킨 원인으로 추정된다 (Bhaskara-Reddy et al., 2000). 그러나 키토산 처리가 과실 성숙을 지연시켰을 지라도 후숙이 진행 된 후 가용성 고형물 함량, 용해성 당함량 및 그 조 성의 차이가 없었던 점으로 미루어 볼 때 수확 전 칼슘-키토산 살포는 과실의 광합성 산물의 축적을 저해하지 않는 것으로 판단된다. 결국 칼슘-키토산 살포로 만들어진 피막이 CO2 배출을 억제하므로 대 사작용을 변화시켜 경도 저하와 후숙(ripening)과 관련된 대사작용을 지연시킨 것으로 추정된다.

    펙틴 조성은 처리 간 차이가 뚜렷하여 수확기의 수용성 펙틴(Water soluble pectin, WSP)은 유의하 게 칼슘-키토산 처리구에서 낮았고 EDTA 용해성 펙 틴(Chelator soluble pectin, CSP)은 유의차는 없었 으나 칼슘-키토산 처리에서 높았으며, 특히 Na2CO3 용해성 펙틴(Sodium carbonate soluble pectin, SSP)은 고도로 유의하게 높았다(Table 4). 저장 중 이들 변화에서 특징적인 점은 WSP의 빠른 증가와 SSP의 감소였다. 반면에 CSP은 감소하는 경향이었 지만 변화폭은 크지 않았다. 처리 간에는 칼슘-키토 산 처리에서의 변화가 대조구에 비하여 완만한 경향 이었다. 총칼슘 대비 알코올 불용성 고형물(ethanol insoluble solids, EIS) 결합형 칼슘은 수확 직후는 물론 저장 60일에도 칼슘-키토산 처리에서 월등히 높았다(Fig. 2).

    추출한 펙틴을 gel-filtration한 결과(Fig. 3), WSP 의 경우 대조구에 비하여 칼슘-키토산 처리구에서는 수확직후 펙틴다당류(520nm)의 void fraction (분획 번호 18이하)에 더 많은 펙틴이 분포하여 WSP의 탈 중합 반응이 더 낮은 것으로 확인되었다. 그러나 이 러한 분자량 차이는 경도 저하가 크게 발생한 시기 (저장 60일 후)에는 관찰되지 않았다. 총당(490nm) 의 흡광도를 조사한 결과에서도 수확직후에는 칼슘 -키토산 처리구에서 대조구에 비하여 작은 곁가지 가 많이 분포하였으나 저장 60일후에는 이러한 차이 가 뚜렷하지 않았다. CSP과 SSP에서는 이러한 분획 차이가 뚜렷하지 않아(자료 미제시) 연화와 관련된 세포벽 변화는 WSP에서 주로 발생하는 것으로 관찰 되었다. 칼슘-키토산 살포는 골드키위 과실의 WSP 증가를 지연시킨 반면 CSP와 SSP를 높게 유지시켰 는데(Table 4) 이러한 펙틴 조성의 변화가 경도에 영 향을 주었을 가능성도 있다. 딸기에서 고농도 CO2 처 리가 펙틴의 재분배를 유도하여 WSP를 감소시키고 CSP를 증가시킨다고 하였는데(Hwang et al., 2012), 본 연구에서 칼슘-키토산 살포로 인한 피막이 조 직 내부 CO2 농도를 높여 펙틴 조성의 변화를 유 도한 것으로 생각된다. 과실 연화는 중층의 펙틴 용해성 증가를 수반하는데 심할 경우 중층이 소실 하기도 한다(Brummell, 2006).

    펙틴 분획 분포의 차이와 세포벽 분해 효소의 활성 변화와의 관련 여부를 확인하기 위하여 펙틴의 중성 당 가지를 구성하는 arabinose, mannose, galactose 및 xylose 글리코시드 결합(glycosidic bond)을 분 해하는 각각의 glycosidase(Fig. 4)와 펙틴 골격에 영향을 줄 것으로 예상되는 polygalacturonase(PG) 와 pectate lyase(PL) 활성을 비교하였다(Fig. 5). 대 조구 과실의 α-mannosidase 활성은 저장 전후 차 이가 크지 않았지만 처리구에서는 저장 후 증가하였 고 반면에 β-galactosidase 활성은 저장 전후의 차 이가 크지 않았고 처리간 차이도 뚜렷하지 않았다. α-L-arabinofuranosidase 활성은 저장 중 점증하였 는데 칼슘-키토산 처리구의 효소 활성이 수확당일부 터 저장 후까지 대조구보다 유의하게 낮았고 증가폭 도 적었다. 반면에 xylonase 활성은 처리에 관계없 이 저장 후 증가하였으며 처리간 차이도 뚜렷하지 않았다. PG는 일정한 경향을 보이지 않았고 처리간 차이도 명확하지 않았으나 PL은 저장 중 활성이 증 가하였는데 대조구에서 PL 활성 증가가 더욱 뚜렷하 여 칼슘-키토산 처리구의 PL 활성은 대조구보다 56.8% 낮았다. 따라서 칼슘-키토산 처리는 세포벽 분해 효소 중 PL과 α-L-arabinofuranosidase 활성 을 더 크게 억제시킨 것으로 나타났다.

    세포벽 분해 효소에는 측지의 중성당을 가수분 해하는 α-L-arabinofuranosidase, xylanase, β- galactosidase, α-mannosidase와 본 가지를 분해 하는 PL와 PG이 포함되는데 칼슘-키토산 처리는 α-L-arabinofuranosidased의 활성을 수확당일부터 대조구의 절반 수준으로 낮추었다(Fig. 4). Greve et al.(1984)은 α-L-arabinofuranosidase의 활성은 pH 6.9이상에서 증가한다고 하였는데 칼슘-키토산 처리가 과실 내부에 CO2를 축적시켜 결과적으로 pH 를 낮추므로 효소 활성을 억제하였을 가능성이 있다. β-galactosidase 활성은 연화와 더불어 증가하여 galactan 측지를 유리시키는데(Ahmed & Labavitch, 1980) 본 연구에서는 처리 간 차이가 뚜렷하지 않아 칼슘-키토산 처리가 β-galactosidase을 제어를 통 해 연화에 관여하는 것으로 생각되지 않았다.

    Xylan을 분해하는 xylanase 활성은 저장 중 지속 적으로 증가하였으나 처리 간 차이는 크지 않아 칼 슘-키토산 처리의 크게 받지 않을 것으로 판단된다. 한편 Sauvageau et al.(2010)은 저장성이 다른 골 드키위는 그린키위의 세포벽을 조사한 연구에서 골 드키위는 헤미셀룰로오스의 함량이 높고 펙틴 함량이 적지만 세포벽 구성당 사이의 glycosyl 결합 양상에 는 두 종간 차이가 없다고 하였는데 펙틴 구성을 조 사한 결과에서(Table 4), 약알카리에서 용출되는 SSP 는 칼슘-키토산 처리에서 증가하였으나 xylanase 활 성은 처리 간 차이가 크지 않아 칼슘-키토산 처리 의 영향은 적을 것으로 추정되었다.

    본 연구에서 조사한 PG는 펙틴의 주사슬을 분해 하는 효소로 호흡급등형 성숙 유형의 작물에서 과실 의 연화와 더불어 효소 활성이 현저히 증가하는데 (Tucker & Grierson, 1982), 본 연구에서는 PG 활성 이 칼슘-키토산 처리로 뚜렷한 영향을 받지 않았다.

    Pectate lyase는 PG와 마찬가지로 펙틴 다당류를 분해하는데 PG와 달리 PL 활성은 저장 중 지속적으 로 증가하였으며 칼슘-키토산 처리는 효소 활성을 현저히 감소시켰다. PL은 칼슘을 요구하고 알카리 조건(pH 8.0~10.0)에서 활성이 높지만(Kotoujansky, 1987;Collmer et al., 1988) 칼슘-키토산 처리가 유리 칼슘을 세포벽과 결합시켜 유리 칼슘 농도를 낮추거나 CO2 축적으로 pH를 낮추어 효소 활성을 억제 시켰을 가능성을 배제할 수 없지만 작용 기작 에 대한 구체적인 연구가 필요하다.

    이상을 종합적으로 고려하면 수확 전 골드키위 과 실에 대한 칼슘-키토산 처리는 과피에 피막을 형성 하여 과실의 ripening을 지연시키며 세포벽 변형 효 소 중 PL과 α-L-arabinofuranosidase 활성을 억제 하므로 경도 감소를 유도하는 것으로 판단되었다. 그러나 완숙한 과실의 내적 품질은 영향을 받지 않 았다.

    감사의 글

    본 연구는 2015년 농촌진흥청(PJ00932605)과 충 남대학교(2016년) 지원에 의하여 수행된 결과임.

    Figure

    JALS-52-13_F1.gif

    Effect of preharvest multi-spray of calciumchitosan( 100 mg·L-1) on the starch content of gold kiwifruit during storage at 0℃. Significant differences between treatment at the same date by t-test at p<0.01(**), 0.001(***).

    JALS-52-13_F2.gif

    Comparison of wall bound calcium content of gold kiwifruit during storage at 0℃ as influenced by as influenced by preharvest multi-spray of calcium-chitosan(100 mg·L-1). Significant differences between treatment at the same date by t-test at p<0.001(***).

    JALS-52-13_F3.gif

    Comparison of gel-filtration profiles of water-soluble pectin isolated from gold kiwifruit during storage at 0℃ as influenced by preharvest multi-spray of calcium-chitosan(100 mg·L-1). (open circle abs at 490 nm for total sugar analysis, close circle abs at 520 nm for uronic acid analysis, A, 0 day of storage Control; B, 0 day of storage Chitosan; C, 60 days of storage Control; D, 60 days of storage Chitosan).

    JALS-52-13_F4.gif

    Comparison of wall modifying enzyme activity(A; α-L-arabinofuranosidase, B; α-Mannosidase, C; β- Galactosidase, D; Xylanase) of gold kiwifruit during storage at 0℃ as influenced by preharvest multi-spray of calcium-chitosan(100 mg·L-1). Bar indicates mean±SE(n=3).

    JALS-52-13_F5.gif

    Comparison of wall modifying enzyme activity of gold kiwifruit during storage at 0℃ as influenced by preharvest multi-spray of calciumchitosan( 100 mg·L-1). Bar indicates mean±SE(n=3).

    Table

    Comparison of fruit firmness and ethanol insoluble solid content of gold kiwifruit during storage at 0℃ as influenced by preharvest multi-spray of calcium-chitosan(100 mg·L-1)

    zSignificantly differences by t-test at <i>p</i><0.05(*), 0.01(**), 0.001(***).
    ySignificantly differences at <i>p</i><0.05(*), 0.01(**), 0.001(***), NS(non-significant) by ANOVA(<i>n</i>=3).

    Comparison of soluble solid content, acidity and flesh color of gold kiwifruit during storage at 0℃ as influenced by preharvest multi-spray of calcium-chitosan(100 mg·L-1)

    zSignificantly differences by t-test at <i>p</i><0.05(*), 0.01(**), 0.001(***).
    ySignificantly differences at <i>p</i><0.05(*), 0.01(**), 0.001(***), NS(non-significant) by ANOVA(<i>n</i>=3).

    Comparison of soluble sugars of gold kiwifruit during storage at 0℃ as influenced by preharvest multi-spray of calcium-chitosan(100 mg°L-1)

    zSignificantly differences by t-test at <i>p</i><0.05(*), 0.01(**), 0.001(***).
    ySignificantly differences at <i>p</i><0.05(*), 0.01(**), 0.001(***), NS(non-significant) by ANOVA(<i>n</i>=3).

    Comparison of pectic polysaccharide solubility of gold kiwifruit during storage at 0℃ as influenced by preharvest multi-spray of calcium-chitosan(100 mg·L-1)

    zSignificantly differences by t-test at <i>p</i><0.05(*), 0.01(**), 0.001(***).
    ySignificantly differences at <i>p</i><0.05(*), 0.01(**), 0.001(***), NS(non-significant) by ANOVA(<i>n</i>=3).

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